Anti-Maus Ly-6G (Gr-1) monoklonaler Antikörper PE-Cyanin7 konjugiert

Stromazellpopulationen, die hämatopoetische Stamm- und Vorläuferzellen (HSPCs) enthalten, werden im Allgemeinen unter Steady-State-Bedingungen charakterisiert. Hier berichten wir über einen umfassenden Atlas der Subpopulationen von Stromazellen des Knochenmarks unter homöostatischen und Stressbedingungen mithilfe von Massenzytometrie (CyTOF)-basierter Einzelzellproteinanalyse.

Wir identifizierten 28 Untergruppen von nichthämatopoetischen Zellen während der Homöostase, von denen 14 hämatopoetische regulatorische Faktoren exprimierten. Die strahlungsbasierte Konditionierung für die HSPC-Transplantation führte zum Verlust der meisten dieser Populationen, einschließlich der Untergruppen LeptinR+ und Nestin+. Im Gegensatz dazu wurde eine Untergruppe, die Ecto-5’-Nucleotidase (CD73) exprimiert, beibehalten, und eine spezifische CD73+NGFR(hi)-Population exprimiert während Homöostase und Stress hohe Zytokinspiegel. Die genetische Ablation von CD73 beeinträchtigte die HSPC-Transplantation in einem akuten Umfeld ohne langfristige Veränderungen der HSPCs im Knochenmark. Somit zeigt diese proteinbasierte Expressionskartierung unterschiedliche Sätze von Stromazellen im Knochenmark und wie sie sich in klinisch relevanten Stresssituationen verändern, um zu frühen Stadien der hämatopoetischen Regeneration beizutragen.

Abstrakt

Severe und Kollegen verwendeten Einzelzell-Massenzytometrie, um 28 Untergruppen von Stromazellen des Knochenmarks basierend auf der Proteinexpression zu definieren. Zytokinproduktion und Reaktion auf Stress funktionell ausgewählte Nischenkandidaten. Während LeptinR+- und Nestin+-Zellen bei der Konditionierung verloren gingen, tragen CD73+-Subpopulationen zur HSPC-Einpflanzung und akuten hämatopoetischen Erholung bei.

Einführung:

Die Beziehung zwischen Knochen und Blut ist uralt. Alle Wirbeltiere seit der Divergenz der Fische, die Knochen und Blut haben, machen Blut in ihren Knochen. Diese lange Co-Evolution erzeugte komplexe Wechselbeziehungen einschließlich der ersten vorgeschlagenen und ersten experimentell definierten Nische für Stammzellen in Säugetieren (Calvi et al., 2003; Schofield, 1978; Zhang et al., 2003).

  • Mehrere Stromazelltypen des Knochenmarks dienen als Regulatoren der Hämatopoese (Kfoury und Scadden, 2015) und die Dysfunktion einiger ermöglichen Myelodysplasie und Leukämie (Dong et al., 2016; Kode et al., 2014; Raaijmakers et al., 2010).
  • Somit dient die Mikroumgebung dem doppelten Zweck, die Integrität der Hämatopoese zu unterstützen, aber auch zu bewahren. Diese Studien haben sich jedoch hauptsächlich auf einen bestimmten Stromazelltyp konzentriert, während umfassende Atlanten von Stroma-Subpopulationen gerade erstellt werden.
  • Wir haben versucht, eine bereitzustellen, die sich insbesondere auf proteinbasierte Analysen und im Rahmen der Knochenmarktransplantation konzentriert, um die Markveränderungen unter Stress und die mögliche Entdeckung von Stroma-produzierten Regulatoren der HSPC-Regeneration besser zu verstehen.
  • Eine Knochenmarktransplantation ist ein extremes Beispiel für organismischen Stress, bei dem eine andernfalls tödliche zytotoxische Verletzung eine potenziell heilende Gelegenheit bietet, bösartige oder beschädigte Knochenmarkzellen durch gesunde zu ersetzen.
  • Derzeit ist eine genotoxische Konditionierung (Bestrahlung oder zytotoxische Chemotherapie) erforderlich, um die residenten HSPC im Knochenmark zu eliminieren, die das Immunsystem der Patienten schwächen, bevor transplantierte Zellen die Hämatopoese wiederherstellen.
  • Die Wiederherstellung der Immunfunktion des Wirts ist für Patienten von existenzieller Bedeutung, und es ist wichtig zu verstehen, wie sich transplantierte HSPC in einer beschädigten Mikroumgebung etablieren, um die medizinische Versorgung zu verbessern.

Massenzytometrie (CyTOF)-Einzelzell-Proteomikanalyse ist im Vergleich zu transkriptombasierten Ansätzen vorteilhaft, da es einen signifikanten Unterschied zwischen mRNA-Expression und tatsächlichem Proteinspiegel gibt (Frei et al., 2016; Vogel und Marcotte, 2012).

CyTOF wurde zuvor verwendet, um hämatopoetische Zellen zu untersuchen (Bendall et al., 2011; Lavin et al., 2017; See et al., 2017), und wir haben es angewendet, um das Knochenmarkstroma unter Homöostase und nach genotoxischer Schädigung durch Strahlung zu beurteilen ahmen grob die klinische Transplantationskonditionierung nach. Diese Art der „Stress-Selektions“-Differentialanalyse ermöglichte die Identifizierung neuer Untergruppen von Stromazellen des Knochenmarks. Wir argumentierten, dass wir durch eine schrittweise Untersuchung der Zellzahlen und der Zytokinproduktion während der Homöostase und nach der Bestrahlung neue Modulatorkandidaten für die hämatopoetische Transplantation und Regeneration identifizieren könnten.

Mit dieser Strategie berichten wir: 1) 28 unterschiedliche Cluster von Stromazellen des Knochenmarks unter homöostatischen Bedingungen, 2) 14 dieser Untergruppen exprimieren Zytokine, die für die Hämatopoese relevant sind, 3) verschiedene Untergruppen von Stromazellen, die eine sehr unterschiedliche Empfindlichkeit gegenüber Bestrahlung zeigen, und darunter jene LeptinR und Nestin exprimierenden Zellen gehen verloren, während nur 3 Untergruppen erhalten bleiben und 4) eine Untergruppe signifikant höhere hämatopoetische Zytokinspiegel nach der Bestrahlung aufwies.

Die Zellfamilie, die das Enzym Ecto-5′-Nukleotidase (CD73) produziert, ein Enzym, das AMP in Adenosin umwandelt (Allard et al., 2017), blieb nach der Bestrahlung deutlich bestehen und exprimierte hämatopoetische Nischenfaktoren, die die Transplantation von hämatopoetischen Stamm- und Vorläuferzellen ermöglichten und Blutregeneration. Weiterhin wurde eine Depletion von CD73 in Stromazellen nachgewiesen

Ergebnisse:

Die multidimensionale Einzelzell-Massenzytometrie-Analyse zeigt unterscheidbare Cluster von Stromazellen des Knochenmarks

  • CyTOF ermöglicht eine mehrdimensionale relative Proteinquantifizierung in Einzelzellen (Bendall et al., 2011; See et al., 2017) über das hinaus, was mit Durchflusszytometrie möglich ist, und wir haben es unter Verwendung eines angepassten CyTOF-Panels (32 Antikörper) auf Maus-Knochenmark-Stromazellen angewendet.
  • Da es keine leicht verfügbaren Maus-Osteocalcin-Antikörper gibt, die empfindlich und spezifisch für osteoblastische Zellen sind, verwendeten wir Osteocalcin-Reportermäuse (OCN-GFPtopaz) (Bilic-Curcic et al., 2005), sodass wir einen Anti-GFP-Antikörper zum Nachweis verwenden konnten Osteocalcin-positive osteoblastische Zellen.
  • Wir haben Stromazellen durch FACS-Sortierung von CD45− und Ter119−Zellen (Abb. S1A) und durch Ausschluss kontaminierender hämatopoetischer Zellen unter Verwendung der Cytobank-Analysesoftware angereichert. t Distributed Stochastic Neighbour Embedding (t-SNE) Repräsentation (Amir et al., 2013) oder das neuere grafische Tool Xshift (Samusik et al., 2016) aller Stromazellen des Knochenmarks zeigten unterschiedliche Gruppen von Zellen, auf die wir k anwendeten – Bedeutet Clustering zur Bewertung der Heterogenität.
  • Dies führte zu 6 Familien von Clustern: eine Endothelpopulation, die CD31 exprimiert (Blue Box); eine reife Osteoblastenpopulation, die Osteocalcin (GFP) exprimiert (grüner Kasten); eine stromale Vorläuferpopulation, die CD105 oder LeptinR exprimiert (roter Kasten); eine zweite Stroma-Vorläuferfamilie, die PDGFRα, CD90, Sca-1 (Black Box) exprimiert, und eine dritte Stroma-Vorläufer-Untergruppe, die CD73 oder Embigin exprimiert (Orange Box). Weitere Subpopulationen wurden durch Hinzufügen der Marker NGFR, c-Kit, Nestin, Runx2, CD51, CD106 und CD200 ersichtlich. Kubische Clustering-Kriterien definierten 28 Gruppen als eine Gruppennummer, über die hinaus sinnvolle Unterschiede nicht erkannt werden konnten.
  • Zu beachten ist, dass ein Cluster von Zellen (Grey Box) für alle Marker in unserem Panel negativ war. Zellen, die CD105 exprimierten, waren am häufigsten (rote Cluster). Endothelzellen waren ebenfalls gut vertreten (blaue Cluster). Im Gegensatz dazu waren CD73+- und Embigin+-Cluster (orangefarbene Cluster), CD90+/PDGFRα+/Sca1+-Stromazellen (schwarze Cluster) und Untergruppen von Osteocalcin-Osteoblasten (grüne Cluster) seltener.
  • Während die elffarbige Durchflusszytometrieanalyse nicht alle Cluster unterscheiden konnte, konnten wir sie verwenden, um einige Cluster zu isolieren. Aus diesen Gruppen sortierte einzelne Stromazellen des Knochenmarks wurden unter hypoxischen Bedingungen (2 % O2) kultiviert, um ihre Fähigkeit zu beurteilen, an Plastik zu haften, ein übliches Kriterium für mesenchymale Stromazellen.
  • Die Quantifizierung zeigte ausgeprägte Prozentsätze anhaftender Kolonien, und wie erwartet zeigten die reiferen Untergruppen von Zellen (Endothelzellen und Osteoblastenzellen) die niedrigste Anzahl anhaftender Kolonien im Vergleich zu Untergruppen mesenchymaler Stromazellen, mit Ausnahme von LeptinR/CD106-Stromazellen, die keine Anhaftung bildeten Kolonien .
  • Um zu bestätigen, dass die isolierten Zellen stromal und nicht hämatopoetisch waren, plattierten wir Zellen, die ähnliche phänotypische Marker exprimierten, aber aus dem CD45+-Kompartiment stammten, und konnten keine adhärenten Kolonien in vitro nachweisen (Daten nicht gezeigt). Dies schließt jedoch nicht die Möglichkeit aus, dass einige unserer Cluster CD45-hämatopoetische Zellen enthalten, wie kürzlich gezeigt wurde (Boulais et al., 2018).

Stromazellen wurden isoliert, indem verschiedene enzymatische Protokolle verwendet wurden, um den gespülten Knochenmarkpfropfen und die zerkleinerte Knochenfraktion separat zu verdauen. Bemerkenswerterweise waren die Cluster Nr. 1, Nr. 2 und Nr. 4, die CD73 exprimieren, in der Knochen-(Zerkleinerungs-)Fraktion angereichert. OCN-GFP+-Zellen, die mit den Clustern Nr. 5 und Nr. 6 assoziiert sind, wurden sowohl im kortikalen Knochen aus der zerkleinerten Knochenfraktion als auch im trabekulären Knochen aus dem Knochenmarkpfropfen nachgewiesen.

Anti-Mouse CD28 Monoclonal Antibody(PE/Cyanine7 Conjugated)

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Anti-Human CD11a Monoclonal Antibody(PE/Cyanine7 Conjugated)

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Anti-Human CD11a Monoclonal Antibody(PE/Cyanine7 Conjugated)

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Anti-Human Ig light chain λ Monoclonal Antibody(PE/Cyanine7 Conjugated)

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Anti Mouse Ly-6G/Ly-6C (Gr-1) Flow Cytometry Monoclonal Clone RB68C5 PE/Cyanine7

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Anti-Rat CD8a Monoclonal Antibody(PE/Cyanine5 Conjugated)

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Anti-Human CD45 Monoclonal Antibody(PE/Cyanine5 Conjugated)

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Anti-Human CD45 Monoclonal Antibody(PE/Cyanine5 Conjugated)

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Anti-Human CD53 Monoclonal Antibody(PE/Cyanine5 Conjugated)

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Anti-Human CD53 Monoclonal Antibody(PE/Cyanine5.5 Conjugated)

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Anti-Human CD54 Monoclonal Antibody(PE/Cyanine5 Conjugated)

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Anti-Human CD54 Monoclonal Antibody(PE/Cyanine5 Conjugated)

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Anti-Human CD20 Monoclonal Antibody(PE/Cyanine5 Conjugated)

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Anti-Human CD20 Monoclonal Antibody(PE/Cyanine5.5 Conjugated)

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Anti-Human CD20 Monoclonal Antibody(PE/Cyanine5.5 Conjugated)

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Anti-Human CD21 Monoclonal Antibody(PE/Cyanine5.5 Conjugated)

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Anti-Human CD21 Monoclonal Antibody(PE/Cyanine5.5 Conjugated)

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Anti-Human CD22 Monoclonal Antibody(PE/Cyanine5.5 Conjugated)

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Anti-Human CD22 Monoclonal Antibody(PE/Cyanine5.5 Conjugated)

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Anti-Human CD31 Monoclonal Antibody(PE/Cyanine5 Conjugated)

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Anti-Human CD48 Monoclonal Antibody(PE/Cyanine5.5 Conjugated)

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Anti-Human CD37 Monoclonal Antibody(PE/Cyanine5 Conjugated)

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Anti-Human CD37 Monoclonal Antibody(PE/Cyanine5 Conjugated)

DL20810F-50Tests DL Develop 50 Tests 540 EUR

Anti-Human CD37 Monoclonal Antibody(PE/Cyanine5.5 Conjugated)

DL20812F-20Tests DL Develop 20 Tests 345 EUR

Anti-Human CD37 Monoclonal Antibody(PE/Cyanine5.5 Conjugated)

DL20812F-50Tests DL Develop 50 Tests 540 EUR

Anti-Human CD55 Monoclonal Antibody(PE/Cyanine5 Conjugated)

DL20821F-20Tests DL Develop 20 Tests 255 EUR

Anti-Human CD55 Monoclonal Antibody(PE/Cyanine5 Conjugated)

DL20821F-50Tests DL Develop 50 Tests 390 EUR

Anti-Human CD55 Monoclonal Antibody(PE/Cyanine5.5 Conjugated)

DL20823F-20Tests DL Develop 20 Tests 255 EUR

Anti-Human CD55 Monoclonal Antibody(PE/Cyanine5.5 Conjugated)

DL20823F-50Tests DL Develop 50 Tests 390 EUR

Anti-Human CD58 Monoclonal Antibody(PE/Cyanine5.5 Conjugated)

DL20844F-20Tests DL Develop 20 Tests 345 EUR

Anti-Human CD58 Monoclonal Antibody(PE/Cyanine5.5 Conjugated)

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Anti-Human CD81 Monoclonal Antibody(PE/Cyanine5 Conjugated)

DL20876F-20Tests DL Develop 20 Tests 255 EUR

Anti-Human CD81 Monoclonal Antibody(PE/Cyanine5 Conjugated)

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Anti-Human CD81 Monoclonal Antibody(PE/Cyanine5.5 Conjugated)

DL20878F-20Tests DL Develop 20 Tests 255 EUR

Anti-Human CD81 Monoclonal Antibody(PE/Cyanine5.5 Conjugated)

DL20878F-50Tests DL Develop 50 Tests 390 EUR

Anti-Human CD13 Monoclonal Antibody(PE/Cyanine5 Conjugated)

DL20888F-20Tests DL Develop 20 Tests 345 EUR

Anti-Human CD13 Monoclonal Antibody(PE/Cyanine5 Conjugated)

DL20888F-50Tests DL Develop 50 Tests 540 EUR

Zuvor beschriebene LeptinR+-Stromazellen, Cluster Nr. 7 und Cluster Nr. 22, wurden nur in der (bündigen) Knochenmarksfraktion beobachtet, was auf ihre Anwesenheit eher in der zentralen als in der periostalen Region des Knochenmarks hinweist. Nestin+-Stromazellen wurden mit unserem Antikörper-basierten Ansatz nur in der Knochenfraktion nachgewiesen. Darüber hinaus wurden 60 % der CD31+- und Sca1+-Endothelzellen (Cluster Nr. 28) innerhalb der Knochenfraktion beobachtet, was die Daten von Kusumbe et al. stützt, dass sich die CD31-Hocharteriolen in der Nähe von knochenbildenden Zellen befinden (Kusumbe, Nature 2014). Im Gegensatz dazu waren CD31+- und CD106+-Endothelzellen (Cluster Nr. 27) in der Knochenmark-Spülfraktion angereichert. Daher identifiziert CyTOF gleichzeitig 28 verschiedene Untergruppen von Stromazellen, und diese Untergruppen sind in Präparationen von Knochenfraktionen und zentralen Knochenmarksfraktionen unterschiedlich vertreten.

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